Salut et bonne année !
prenons les dans l’ordre :
L’ECZ (électrophorèse capillaire de zone / CZE pour les anglophones)
C’est le mode de séparation le plus simple a mettre en œuvre, et c’est le plus utilisé. On sépare les espèces dans un capillaire remplis de tampon (pH et force ionique fixés). Les espèces migrent a des vitesses différentes selon leur rayon hydrodynamique et leur charge apparente (en gros, ce que ton cours dit : "rapport charge sur masse" même si "masse" est pas forcément le terme le plus adapté, ça serait plutôt "taille").
Si on emploie une tension de séparation positive alors oui, les cations migrent rapidement vers la cathode. Les anions plus lentement si leur mobilité électrophorétique est inférieure a la valeur absolue de la mobilité électroosmotique. sinon ils migrent dans l’autre sens et on pourra les analyser en appliquant une tension négative. Les molécules neutres elles migrent a la vitesse du flux électroosmotique sans êtres séparées entre elles. A noter qu’on peux communiquer une charge apparente a des molécules neutres pour pouvoir les séparer (encapsulation dans des cyclodextrines ou complexation par des anions par exemple).
L’IEFc (isoélectrofocalisation capillaire / cIEF pour les anglophones)
Non non, c’est pas un gros-mot 
Comme dans ton cours : c’est un mode de séparation particulièrement adapté a la séparation des composés amphotères (#peptides, #protéines, …) qui possèdent des points isoélectriques différents
Le capillaire est, en général, greffé de manière a éliminer le flux électroosmotique (je vais mettre FEO a partir de maintenant ^^’). On le remplit d’un mélange constitué de protéines a séparer, d’une solution d’ampholytes et d’électrolyte. Parfois on y ajoutes aussi un polymère hydrosoluble qui vient éliminer le FEO résiduel et de limiter la diffusion des molécules.
Le réservoir de l’anode contient une solution acide (qu’on appelle anolyte), typiquement acide phosphorique entre 10 et 100 mmol/L. Le réservoir de la cathode contient donc un "catholyte", souvent NaOH.
Lors de l’établissement d’une tension, les ampholytes migrent jusqu’à atteindre une zone où ils ne possèdent plus de charge nette, ce qui établis un gradient de pH dans le capillaire (qui évidement dépends du choix des ampholytes). Les protéines se focalisent dans la zone de pH où elles possèdent une charge nette nulle. il n’y a plus qu’à "pousser" le contenu du capillaire vers la fenêtre de détection en appliquant une pression ou par voie chimique. c’est la méthode en deux étapes : "two-step"
On peut aussi focaliser et mobiliser en une seule étape "one-step". Dans ce cas on ne cherche pas a éliminer le FEO, donc soit le capillaire n’est pas greffé, soit il l’est mais de manière a obtenir un FEO non négligeable. L’idée c’est de former le même gradient de pH mais uniquement après la cellule de détection (entre la fenêtre et l’anode) , pour ça on ajoute une base forte, le N,N,N’,N’-tétraméthyléthylènediamine (TEMED pour faire simple), les protéines focalisées repassent ensuite devant la fenêtre de détection sous l’effet de la FEO.
Mine de rien on passe quand-même de environs 30 minutes à seulement 5 minutes/analyse avec cette technique, mais évidement ça a ses inconvénients (par exemple la courbe temps de migration = f(pI) n’est plus une droite). Et vu qu’on parle d’ECG juste en dessous, j’ajouterais que les deux techniques se couplent bien pour donner des l’électrophorèse 2D.
L’ECG (électrophorèse capillaire en gel / GEP pour les anglophones)
L’idée c’est de séparer les macromolécules en fonction de leurs tailles. Ça marche très bien avec tout ce qui est fragment d’ADN, protéines, oligonucléotides … qui ont des densités de charge très proches (ce qui compliquerait leur passage en ECZ).
On utilise des capillaires remplis de polymère hydrosoluble comme l’agarose, le polyacrylamide linéaire, les dextranes et j’en passe. Ce qui est bien, c’est que ces polymères, en plus de posséder en solution des propriétés de tamis moléculaires, Réduisent considérablement voire annule le FEO.
C’est largement utilisé en biologie, mais a ma connaissance, les mécanismes de séparation sont mal connus. Il y à quand même deux modèles qui sont surement proche de la réalité :
- le modèle d’Ogston : Les molécules sont assimilées à des particules sphériques qui traversent un tamis moléculaire constitué d’un réseau aléatoire de pores interconnectés de diamètre variable (avec une distribution donnée autour d’une moyenne). Les plus petites molécules migrent donc plus rapidement et la mobilité dépends dans ce cas principalement de la concentration en polymère.
- le modèle de reptation : on considère que la taille des macromolécules est très grandes devant la distances entre deux liens du réseau de polymère et que celles-ci sont flexibles. Elles vont donc migrer un peut comme des serpents dans le gel. La mobilité ici est fonction inverse de la longueur des chaines.
La réalité est surement entre les deux.
Comme tu le dis, on peut dénaturer les molécules, notamment les protéines, je t’invite à taper SDS-PAGE sur google, c’est largement documenté.
La CEM (Chromatographie électrocinétique micellaire / MEKC pour les anglophones)
C’est une techniques qui permet de séparer des solutés neutres et/ou chargés. Pour cela, on emploi un tampon électrophorétique au quel on ajoute un tensioactif (anionique ou cationique, souvent le SDS mais aussi le STS ou encore le CTAB) a une concentration supérieure à sa concentration micellaire critique (cmc)
La vitesse de migration dépends alors du coefficient de partage des analytes entre le cœur hydrophobe des micelles et la phase aqueuse ionique, l’ordre de migration correspond à une échelle d’hydrophobie croissante.
Ça ressemble un peu a la CL en phase inverse, mais avec une phase stationnaire pas trop stationnaire et la subtilité que pour atteindre le détecteur, les molécules neutres (ou chargées du même signe que le tensioactif) doivent avoir une vitesse électrophorétique inférieure au FEO.
Là où ça devient compliqué (mais intéressant), c’est que certains tensioactifs cationiques comme le chlorure de cétyltriméthylammonium peuvent s’adsorber sur les parois du capillaires et former une bicouche qui inverse les charges au niveaux des parois et donc inverse le FEO. On peux aussi obtenir des sélectivités intéressantes en mélangeant plusieurs tensioactifs.
L’ECC (électrochromatographie capillaire / CEC pour les anglophones)
C’est un hybride entre l’électrophorèse capillaire et la CL. Comme tu l’as dit : le capillaire est cette fois si remplis d’une phase stationnaire (typiquement une silice greffée de faible granulométrie), la même qu’en CL et on emploie une phase mobile qui est un mélange de tampon électrophorétique et de solvant(s) organique(s).
ça parait compliqué comme ça, mais en fait il n’y a pas grand chose a dire dessus, c’est le meilleur de la chromatographie et de l’électrophorèse réunis. On apporte la sélectivité des phases de CL a l’électrophorèse et l’efficacité de séparation de l’électrophorèse a la CL (car l’écoulement dût au FEO a un profil plat alors que le profil de l’écoulement hydrodynamique de la CL est parabolique) sans oublier qu’il n’y a pas de perte de charge comme dans une colonne de CL. En contre-partie, c’est plus compliqué et long de préparer les capillaires, je ne sais pas si il en existe des pré-remplis dans le commerce.
Les paramètres sur les quels on joue sont la nature et la concentration des solvants organiques la nature de la phase stationnaire, le pH et la force ionique de l’électrolyte, la tension et la température. La mobilité des analytes dépends de leur migration électrophorétique ET de leur rétention chromatographique, on peut aussi bien séparer des molécules neutres que chargées (bien que la majorité des applications soient dédiées aux molécules neutres).
Voilà, si tu as des questions, j’essaierai de te répondre.
