Principe électrophorèse capillaire

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Bonjour,

A la rentré j’ai un examen sur les principes des différents types d’électrophorèse capillaire (CZE; CIEF; CGE; MECC et CEC).En relisant mon cours il n’y à pas décrit vraiment les principes. Pouvez vous me dire si cela correspond au principes. Si non pouvez vous m’aidez a comprendre le principe de chacun des électrophorèse capillaire.

J’ai également effectué en parallèle quelque recherche sur internet mais je n’arrive pas vraiment à trouver les principes.

Voici ce qu’il y a écrit dans mon cours:

Électrophorèse capillaire en zone (CZE):

Principe:

Zone séparé ou contiguës: rapport charge sur masse cathode cation => cathode et anions => anode ou cathode si µ0 > µe (migration à contre courant, dont analytes neutre); détecteur sur cathode.

- Isoelectrofocalisation capillaire (CIEF):

Principe: Molécules amphotère en gradient de pH (protéine): capillaire à parois modifiées.

CIEF: En première étape, focalisation et mobilisation simultanées. En deuxième étape, focalisation (haut voltage sur gradient auto-formé) puis mobilisation électrophorétique ou hydrodynamique (vide ou pression).

- Électrophorèse capillaire en gel (CGE):

Principe: Capillaire rempli de polyacrylamide, tamisage des molécules à rapport charge sur taille constant, dénaturation des macromolécules possible.

- Chromatographie capillaire électrocinétique micellaire (MECC):

Principe: Chromatographie de partage et séparation électrophorétique d’analytes chargés et neutres. Détergent > Couche micellaire critique, micelles (phase hydrophobe) et électrolyte de tampon (phase hydrophile).

- Electro-chromatographie capillaire (CEC):

Principe: phase stationnaire (capillaire) et phase mobile (tampon). Déplacement avec séparation chromatographique.

Pouvez vous me dire si cela correspond bien au principe. Si ce n’est pas la cas, pouvez vous m’aidez à comprendre le principe de ces différents électrophorèses capillaires.

Merci

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Salut et bonne année !

prenons les dans l’ordre :

L’ECZ (électrophorèse capillaire de zone / CZE pour les anglophones)

C’est le mode de séparation le plus simple a mettre en œuvre, et c’est le plus utilisé. On sépare les espèces dans un capillaire remplis de tampon (pH et force ionique fixés). Les espèces migrent a des vitesses différentes selon leur rayon hydrodynamique et leur charge apparente (en gros, ce que ton cours dit : "rapport charge sur masse" même si "masse" est pas forcément le terme le plus adapté, ça serait plutôt "taille").

Si on emploie une tension de séparation positive alors oui, les cations migrent rapidement vers la cathode. Les anions plus lentement si leur mobilité électrophorétique est inférieure a la valeur absolue de la mobilité électroosmotique. sinon ils migrent dans l’autre sens et on pourra les analyser en appliquant une tension négative. Les molécules neutres elles migrent a la vitesse du flux électroosmotique sans êtres séparées entre elles. A noter qu’on peux communiquer une charge apparente a des molécules neutres pour pouvoir les séparer (encapsulation dans des cyclodextrines ou complexation par des anions par exemple).

L’IEFc (isoélectrofocalisation capillaire / cIEF pour les anglophones)

Non non, c’est pas un gros-mot :ange:

Comme dans ton cours : c’est un mode de séparation particulièrement adapté a la séparation des composés amphotères (#peptides, #protéines, …) qui possèdent des points isoélectriques différents

Le capillaire est, en général, greffé de manière a éliminer le flux électroosmotique (je vais mettre FEO a partir de maintenant ^^’). On le remplit d’un mélange constitué de protéines a séparer, d’une solution d’ampholytes et d’électrolyte. Parfois on y ajoutes aussi un polymère hydrosoluble qui vient éliminer le FEO résiduel et de limiter la diffusion des molécules.

Le réservoir de l’anode contient une solution acide (qu’on appelle anolyte), typiquement acide phosphorique entre 10 et 100 mmol/L. Le réservoir de la cathode contient donc un "catholyte", souvent NaOH.

Lors de l’établissement d’une tension, les ampholytes migrent jusqu’à atteindre une zone où ils ne possèdent plus de charge nette, ce qui établis un gradient de pH dans le capillaire (qui évidement dépends du choix des ampholytes). Les protéines se focalisent dans la zone de pH où elles possèdent une charge nette nulle. il n’y a plus qu’à "pousser" le contenu du capillaire vers la fenêtre de détection en appliquant une pression ou par voie chimique. c’est la méthode en deux étapes : "two-step"

On peut aussi focaliser et mobiliser en une seule étape "one-step". Dans ce cas on ne cherche pas a éliminer le FEO, donc soit le capillaire n’est pas greffé, soit il l’est mais de manière a obtenir un FEO non négligeable. L’idée c’est de former le même gradient de pH mais uniquement après la cellule de détection (entre la fenêtre et l’anode) , pour ça on ajoute une base forte, le N,N,N’,N’-tétraméthyléthylènediamine (TEMED pour faire simple), les protéines focalisées repassent ensuite devant la fenêtre de détection sous l’effet de la FEO.

Mine de rien on passe quand-même de environs 30 minutes à seulement 5 minutes/analyse avec cette technique, mais évidement ça a ses inconvénients (par exemple la courbe temps de migration = f(pI) n’est plus une droite). Et vu qu’on parle d’ECG juste en dessous, j’ajouterais que les deux techniques se couplent bien pour donner des l’électrophorèse 2D.

L’ECG (électrophorèse capillaire en gel / GEP pour les anglophones)

L’idée c’est de séparer les macromolécules en fonction de leurs tailles. Ça marche très bien avec tout ce qui est fragment d’ADN, protéines, oligonucléotides … qui ont des densités de charge très proches (ce qui compliquerait leur passage en ECZ).

On utilise des capillaires remplis de polymère hydrosoluble comme l’agarose, le polyacrylamide linéaire, les dextranes et j’en passe. Ce qui est bien, c’est que ces polymères, en plus de posséder en solution des propriétés de tamis moléculaires, Réduisent considérablement voire annule le FEO.

C’est largement utilisé en biologie, mais a ma connaissance, les mécanismes de séparation sont mal connus. Il y à quand même deux modèles qui sont surement proche de la réalité :

  • le modèle d’Ogston : Les molécules sont assimilées à des particules sphériques qui traversent un tamis moléculaire constitué d’un réseau aléatoire de pores interconnectés de diamètre variable (avec une distribution donnée autour d’une moyenne). Les plus petites molécules migrent donc plus rapidement et la mobilité dépends dans ce cas principalement de la concentration en polymère.
  • le modèle de reptation : on considère que la taille des macromolécules est très grandes devant la distances entre deux liens du réseau de polymère et que celles-ci sont flexibles. Elles vont donc migrer un peut comme des serpents dans le gel. La mobilité ici est fonction inverse de la longueur des chaines.

La réalité est surement entre les deux.

Comme tu le dis, on peut dénaturer les molécules, notamment les protéines, je t’invite à taper SDS-PAGE sur google, c’est largement documenté.

La CEM (Chromatographie électrocinétique micellaire / MEKC pour les anglophones)

C’est une techniques qui permet de séparer des solutés neutres et/ou chargés. Pour cela, on emploi un tampon électrophorétique au quel on ajoute un tensioactif (anionique ou cationique, souvent le SDS mais aussi le STS ou encore le CTAB) a une concentration supérieure à sa concentration micellaire critique (cmc)

La vitesse de migration dépends alors du coefficient de partage des analytes entre le cœur hydrophobe des micelles et la phase aqueuse ionique, l’ordre de migration correspond à une échelle d’hydrophobie croissante.

Ça ressemble un peu a la CL en phase inverse, mais avec une phase stationnaire pas trop stationnaire et la subtilité que pour atteindre le détecteur, les molécules neutres (ou chargées du même signe que le tensioactif) doivent avoir une vitesse électrophorétique inférieure au FEO.

Là où ça devient compliqué (mais intéressant), c’est que certains tensioactifs cationiques comme le chlorure de cétyltriméthylammonium peuvent s’adsorber sur les parois du capillaires et former une bicouche qui inverse les charges au niveaux des parois et donc inverse le FEO. On peux aussi obtenir des sélectivités intéressantes en mélangeant plusieurs tensioactifs.

L’ECC (électrochromatographie capillaire / CEC pour les anglophones)

C’est un hybride entre l’électrophorèse capillaire et la CL. Comme tu l’as dit : le capillaire est cette fois si remplis d’une phase stationnaire (typiquement une silice greffée de faible granulométrie), la même qu’en CL et on emploie une phase mobile qui est un mélange de tampon électrophorétique et de solvant(s) organique(s).

ça parait compliqué comme ça, mais en fait il n’y a pas grand chose a dire dessus, c’est le meilleur de la chromatographie et de l’électrophorèse réunis. On apporte la sélectivité des phases de CL a l’électrophorèse et l’efficacité de séparation de l’électrophorèse a la CL (car l’écoulement dût au FEO a un profil plat alors que le profil de l’écoulement hydrodynamique de la CL est parabolique) sans oublier qu’il n’y a pas de perte de charge comme dans une colonne de CL. En contre-partie, c’est plus compliqué et long de préparer les capillaires, je ne sais pas si il en existe des pré-remplis dans le commerce.

Les paramètres sur les quels on joue sont la nature et la concentration des solvants organiques la nature de la phase stationnaire, le pH et la force ionique de l’électrolyte, la tension et la température. La mobilité des analytes dépends de leur migration électrophorétique ET de leur rétention chromatographique, on peut aussi bien séparer des molécules neutres que chargées (bien que la majorité des applications soient dédiées aux molécules neutres).

Voilà, si tu as des questions, j’essaierai de te répondre.

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Voilà, je pense que j’ai tout dis. J’ai fini d’éditer le post (sauf si des fautes d’orthographes me sautes aux yeux).

@pierre_24 : A ouais ! tu m’appelle carrément "Dieu" maintenant O.o

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Bonjour,

Akio, je souhaiterai d’abord vous remercier d’avoir pris le temps de me répondre et de m’expliquer. Maintenant, je me pose une question, quels sont leur principales application en biologie médicale.

J’ai effectué une petite recherche et voici ce que j’ai trouvé. Pouvez vous me dire si cela est correct ou s’il y a des erreurs s’il vous plaît.

Électrophorèse capillaire zone (CZE):

Application biologie médicale (BM): séparation acides aminée, oligopeptide, vitamine, protéine (sérique, urinaire), séparation des lipoprotéine; séparation des ions (anion; cation), séparation des acides nucléiques. Il est également utilisé dans l’immunophénotypage.

Isoelectrofocalisation cappillaire (CIEF):

Application biologie médicale: séparation des protéines.

Électrophorèse capillaire gel (ECG):

Application BM: séparation protéine; acide nucléique

Chromatographie électrocinétique micellaire (CEM):

Application BM: séparation acide nucléique, oligopeptide; séparation petite molécule comme vitamine, stéroïde.

Electrochromatographie capillaire (ECC):

Application BM: je n’arrive pas à trouver des renseignements.

Pouvez vous me dire si les différentes applications que j’ai cité pour chaque électrophorèse capillaire est correct. Si cela n’est pas correct pouvez vous me corriger svp.

Merci

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Niveau analyses cliniques j’y connais pas grands chose :/ Je vais essayer de te dire ce qu’il serait possible de faire, mais aucune idée de si c’est vraiment utilisé en laboratoire où si il existe des techniques qui sont plus adaptées au exigence des analyses cliniques (coût, rapidité, justesse et précision). Si quelqu’un travaille dans un labo d’analyse de biologie médicale passe par là, il pourra nous dire plus précisément ce qu’il fait en électrophorèse.

La CZE en clinique on pourrais faire :

  • l’analyse des acides aminés
  • l’analyse des protéines (ainsi que l’évaluation de leur pureté et le "screening" des protéines isoformes)
  • Analyse des vitamines et minéraux
  • détection des cytokines (plus pour la recherche je pense)
  • des applications criminalistiques mais on sort du clinique même si ça reste dans le "biologique"

En GEP ça serait plutôt :

  • Les analyses de la PCR (bien qu’on ai inventé la PCR en temps réel depuis)
  • La pureté d’oligonucléotides
  • Le séquençage de l’ADN
  • bref tout ce qui touche a l’ADN/ARN, mais je suis pas sure qu’on soit bien dans le clinique du coup (à part pour ce qui serait détection du VIH/hépatites B, C ou D, mesure de charge virale ??)

cIEF :

  • séparation des hémoglobines
  • séparation de protéines isoformes
  • séparation des immunoglobulines qui sont difficiles a séparer autrement

Pour la MECK :

  • séparation des acides aminés

  • séparation des métaux lourds

  • séparation des nucléotides

  • séparation des vitamines

  • séparation des stupéfiants, médicaments dans les urines

  • dosage de stéroïdes dans les urines et le sérum

  • bilirubine dans le sérum

La CEC : La technique est sous utilisée, à une époque on pensait que ça remplacerai l’HPLC, mais pour une raison qu’à priori tout le monde ignore, la technique reste mal connue, et il n’existe, encore à ce jour, aucune solution commerciale. Pour faire de la CEC, il faut bricoler sont propre appareil ou un appareil de CE existant. Tu comprendras qu’il n’y a donc pas d’application cliniques.

éventuellement si un appareil commercial est conçus un jour, on pourrait faire des séparations de stupéfiants, médicaments ou leur métabolites, tout ce qu’on sais faire par HPLC mais surement moins cher.

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Bonjour,

Je souhaiterai d’abord vous remercier pour votre aide.

Maintenant, on a fait le cours de l’électrophorèse (PAGE SDS ;isoelectrofocalisation etc…). J’ai essayé de résumer le principe de chaque électrophorèse, méthode de révélation; emploi de ces type d’électrophorèse. Pouvez vous me dire ce que vous en pensez. Si cela est correct ou faut-il corriger svp.

Voici ce que j’ai fait:

Electrophorèse en gel de Polyacrylamide(PAGE)

Principe: La polyacrylamide est un mélange qui forme un gel contenant un réseau de mailles de tailles variables qui se comporte comme un tamis moléculaire (=les grosses molécules auront plis de mal à passer au travers que les petites molécules, les grosses molécules seront donc ralenties par rapport aux plus petites qui migreront plus vite).

Inconvénient: acrylamide neurotoxique, peu résolutif/grosses molécules

Electrophorèse en gel de Polyacrylamide en conditions dénaturantes (SDS-PAGE)

Principe: Le Sodium Dodécyl Sulfate(SDS) est un détergent anionique qui fixé sur les protéines leur confère toutes la même charge (négative). Après ajout de SDS, la séparation ne se fait plus que sur la base de la taille. Le SDS peut également être utilisé avec le B-mercaptoéthanol (coupe les ponts disulfure) afin de dénaturer la protéine et de s’affranchir de la forme lors de la migration.

Emploi: suivi de purification (CQ) : 1 chaîne polypeptidique ou plusieurs (structure 4re)

  • analyse de mélanges complexes : ou par 2 Dimension (IEF + PAGE-SDS)

Electrofocalisation (IEF IsoElectric Focusing)

Principe: La migration est ici effectuée dans un gradient de pH : chaque molécule migre jusqu’à l’endroit où le pH est égal à son pHi. Pour cela on utilise un gel poreux (polyacrylamide ou agarose) pour que la taille n’influence pas la migration. Le gradient de pH est crée grâce à des ampholytes (molécules amphotères de synthèse) introduites dans le gel au moment de sa fabrication. Les protéines vont migrer dans le gel, jusqu’à atteindre une zone où leur charge devient nulle (=où le pH est égal à leur pHi).

Emploi: : détermination du pI (pHi) (CQ des ProtThérap); analyse des isoformes

Méthode de détection: Bleu de Coomassie; Rouge Ponceau

Electrophorèse bidimensionnelle

Principe: Dans l’électrophorèse bidimensionnelle, on sépare selon le pHi (IEF) dans une première dimension (horizontale) puis selon la masse moléculaire (SDS PAGE) dans la seconde dimension (verticale). On peut ainsi réussir à séparer jusqu’à 1000 protéines du sérum en établissant une « carte d’identité protéines ».

Pouvez vous me dire si cela est correct ou faut-il corriger certaine chose.

Merci

J’ai pas grands chose a dire de plus que ce que j’ai dis avant. Que ça soit de l’électrophorèse capillaire ou non, le principe reste globalement le même.

Sur les méthode de révélation, il y a aussi :

  • le bromure d’éthidium (dangereux) parfois remplacé par le SYBR Green pour les acides nucléiques
  • Le nitrate d’argent quand on a besoin de plus de sensibilité sur les protéines
  • le marquage aux isotopes radioactifs (autoradiographie).
  • la technique des immuno-empreintes (transfert sur membrane puis détection par des méthodes immunochimiques)
  • les Cyanines (pour une détection par fluorescence)
  • l’epicocconone ….

j’en passe, la liste est longue.

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Pourquoi y en aurait-il ? ça reste de l’électrophorèse ==> séparation d’espèces basée sur leurs différences de mobilité dans un champ électrique. Que le support soit une plaque de gel, un capillaire ou même un bout de papier imbibé de tampon, le principe est le même.

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Bonjour,

D’accord concernant les principes des électrophorèses. Il y a juste encore un point que je souhaiterai éclairer. Cela concerne le principe de la zymographie et celui de l’immuno-néphélémétrie et l’immuno-turbidimétrie.

Voici ce que j’ai trouvé:

La zymographie est une technique électrophorétique de détection des enzymes hydrolytiques , basée sur le répertoire de substrats de l’enzyme.

Il y à par exemple l’IsoLDH; IsoCK; IsoPAL.

Concernant l’immuno-néphélémétrie et l’immuno-turbidimétrie.

Voici le principe que j’ai trouvé :

Principe: Incidence de particules dispersées en solution surla transmission ou la diffusion de la lumière incidente;propriété proportionnelle à [AG].

Les paramètres qui influe la qualité du dosage sont: Nature de l’anticorps (polyclonale, titre élevé et avide); concentration en anticorps (linéarité augmente); mode cinétique ou point final).

J’ai deux question:

1) Pouvez vous me dire si les principes sont correct ?

2) Je souhaiterais savoir qu’elle sont les avantages et les inconvénients des deux techniques (immuno-turbidimétrie et immuno-néphélémétrie (j’ai essayer de chercher mais je n’arrive pas à trouver ces réponses) ?

Merci

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Comme j’ai déjà dit, la biochimie c’est assez loin de mon domaine mais on va essayer quand même.

Pour la zymographie :

c’est une technique qui vise a mesurer l’activité des enzymes. On fait la séparation sur un gel de polyacrylamide dans le quel on a inclus un substrat adapté aux enzymes. dans des condition douces (exit le SDS). Une fois que la migration a été effectuée on lave les plaques et on les met a incuber dans un milieu qui favorise l’activité des enzymes qu’on cherche. En général le substrat est fluorescent, on révèle ensuite la plaque sous UV pour trouver les zones où il a été dégradé.

ici, on étudie les protéases de quelques plantes si ça t’intéresse. C’est un peut particulier car le zymmograme est obtenu par SDS-PAGE car l’enzyme est résistante au SDS (autant en profiter, mais souvent on évite les détergent et réducteurs pour éviter la perte d’activité des enzymes).

Pour l’immunonéphélémétrie : c’est quasiment pareil que "immunoturbidimétrie", la turbidimétrie ça se fait dans un spectrophotomètre "classique" comme t’en a surement utilisé en TP de chimie au lycée, on néglige alors la diffusion de la lumière incidente, on mesure une absorbance qu’on relie a la turbidité.

La néphélémétrie, on mesure la lumière diffusée à 90° (et parfois aussi la lumière transmise puisque si l’échantillon est coloré, la valeur lue est alors baisée a cause de l’absorption de la solution. Du coup on fait le ratio lumière diffusée / lumière transmise). C’est plus sensible pour mesurer la turbidité.

L’avantage ? c’est que c’est simple, sensible, précis et sélectif, tout ce qu’on demande a une technique d’analyse. Ici on mesure les différentes caséines du lait (et tu verras qu’en plus ils en tirent énormément d’informations) alors que la séparation et la quantification semble difficile en électrophorèse ou chromatographie.

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Bonjour,

Parfait j’ai bien compris maintenant. Cependant je souhaite également connaître le principe de deux autres méthodes et cela sera bon pour moi.

Cela concerne le principe de l’ELISA Sandwich et Elisa compétition et la RIA.

Voici ce que j’ai trouvé:

Principe Elisa Sandwich: un premier anticorps spécifique de la protéine recherchée qui est immobilisé sur un support plastique et qui va capter la protéine recherchée. Dans un deuxième temps, un deuxième anticorps spécifique, couplé à une enzyme (un conjugué), est fixé sur la protéine d’intérêt. Le système est ensuite révélé par l’addition d’un substrat qui se colore.

Principe Elisa Compétition: Une protéine à rechercher immobilisée sur un support plastique et un anticorps spécifique conjugué à une enzyme qui est révélé par l’addition d’un substrat qui se colore. Ce système de révélation est mis en compétition par une mise en présence préalable d’un échantillon à doser avec l’anticorps conjugué. L’anticorps conjugué est alors bloqué par la protéine recherchée et n’est donc pas révélé sur le support plastique.

Principe RIA (dosage radio-immunologique): La RIA classique repose sur le principe d’une liaison compétitive ,mettons en présence une certaine quantité d’anticorps spécifique d’un antigène donnée et cette même antigène préalablement marqué par radio isotope .Un complexe anticorps antigène se forme selon l’équation suivante : Ac +Ag [AcAg].

Pouvez vous me donner votre avis sur les principes que j’ai énoncé si cela sont correct ou non.

Merci

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